GELELEKTROPHORESE VON PROTEINEN

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GELELEKTROPHORESE 2008 

GELELEKTROPHORESE VON PROTEINEN 

1. KURZBESCHREIBUNG DER ÜBUNG 

1.1 ZIEL DER ÜBUNG 

Molekulargewichtsbestimmung biologischer Analyten nach Separation unter Verwendung 

einer Kalibrierfunktion, welche mittels Markerproteinen erstellt wird. 

1.2 EINGESETZTE ANALYSENTECHNIK 

SDS-Gelelektrophorese (SDS = sodium dodecylsulfate) mit selbst angefertigten, isokratischen 

Polyacrylamid-Gelen (PAG). Entwicklung auf einer Hoefer SE 250 Mini-Vertikal- 

Gelelektrophoreseeinheit zur raschen Elektrophorese von Protein- oder Nukleinsäure-Proben 

geringen Volumens. 

2. PRINZIP DER POLYACRYLAMIDGEL-ELEKTROPHORESE VON 

PROTEIN-SDS KOMPLEXEN (SDS-PAGE) 

In freier Lösung wandern ionische Verbindungen elektrophoretisch (im elektrischen Feld) 

entsprechend ihrer Ionenbeweglichkeit, welche von ihrer Größe, Ladung und Form abhängt. 

‐‐ ‐ ‐‐ ‐‐ ‐ ‐ 

‐‐ ‐ ‐‐ ‐ 

‐‐ ‐‐ ‐ ‐ ‐ ‐‐ ‐ ‐ ‐ 

‐ ‐‐ ‐ ‐ ‐ 

Puffer 

Substanzgemisch 

Substanz 1 

Substanz 2 

‐ 

Kathode 

‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ 

‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ 

‐‐ ‐ ‐‐ ‐‐ ‐ ‐‐ 

‐‐ ‐ ‐‐ ‐ ‐‐ ‐‐ 

Anode 

Abb 1: Separation im elektrischen 

Feld in freier Lösung 

+ 

Im elektrischen Feld wirkt auf die Ladung q eines Teilchen die beschleunigende Kraft 

F e: 

F e = q * E mit q = z * e 

E .. Elektr. Feldstärke, z .. Ladungszahl, e .. Elementarladun) 

Ebenso aber auch die Reibungskraft F fr: 

F fr = f c * v 

v .. Wanderungsgeschw. d. Teilchens, f c .. Reibungskoeffizient 

f c .. abh. von Viskosität d. Mediums od. Porosität d. Matrix 

Gleichgewicht d. Kräfte bewirkt konst. Geschw. im elektr. Feld : 

F e = F tc; q * E = f c * v 

� v = (q * E) / f c = u * E 

u .. Mobilität = Proportionalitätsfaktor zw. Feldstärke E und 

Wanderungsgeschwindigkeit 

Gültigkeit des Stokes‘schen Gesetesz für kleine, kugelförmige Teilchen: 

u = q / f c = (z * e)/(6π * η * r) 

Nichtkugelförmige Teilchen (Peptide, Proteine): 

u ∞ q / M 2/3 

® Martina Marchetti, TU Wien, Chemische Technologien und Analytik

2 


Biopolymere wie Proteine werden demnach in freier Lösung ebenfalls nach Größe und 

Ladung getrennt, wobei letztere vom pH des Trennpuffers (relativ zum pI des Proteins) 

bestimmt wird. Um Proteine nach ihrer Größe zu trennen, verwendet man eine Matrix (mit 

einer permanenten oder temporären Porenstruktur), welche die Analyten entsprechend ihrer 

Größe retardieren soll. Als solche wird in der Gelelektrophorese, wie der Name sagt, ein Gel, 

z.B. aus Polyacrylamid verwendet 1 . 

H 2C 

CH 

C O 

NH 2 

H 2C 

+ 

H 2C 

CH 

C O 

NH 

CH 2 

NH 

C O 

CH 

H 2 

C CH 

H 2 

C 

H 2 

C 

H 2C 

C O 

NH 2 

H 

C 

C O 

NH 2 

H 

C 

C O 

NH 

H 2C 

NH 

C O 

C 

H 2 

C 

H 2 

C 

H 2 

C CH H 2C 

H 

C 

C O 

NH 2 

H 

C 

H 2C 

H 2C 

C O 

NH 2 

H 

C 

H 2C 

C O 

NH 2 

Abb. 2: Polyacrylamidgel 

Die Verwendung einer solchen „siebenden“ Matrix reicht aber offensichtlich nicht aus, um 

die Analytionen allein entsprechend ihrer Größe zu retardieren, da große Moleküle mit hoher 

Ladungszahl schneller wandern können als kleine Moleküle mit geringer Ladung. Um eine 

Trennung ausschließlich entsprechend der Größe zu erhalten, müssen die Ladungsdifferenzen 

der nativen Proteine eliminiert werden, besser gesagt ihre unterschiedlichen Verhältnisse von 

Ladung zu Größe. Alle Proteine sollten daher dieselbe Mobilität (in freier Lösung) besitzen. 

Dazu lässt man die Proteine mit Na-dodecylsulfat (SDS) reagieren. SDS ist ein 

Tensid, und besitzt eine lipophile Alkylgruppe (C12) und einen hydrophilen, anionischen 

Sulfatrest. Man belegt nun die Proteinoberfläche mit den lipophilen C12-Ketten (dies 

geschieht vorwiegend bei erhöhter Temperatur). Umso größer das Protein ist, desto mehr 

SDS-Moleküle binden an seiner Oberfläche (etwa 1.4g SDS/g Protein). Die ursprüngliche 

Proteinladung wird dabei maskiert. Da jedes bindende SDS-Molekül mit seiner Sulfat-Gruppe 

jeweils eine negative Ladung beisteuert, sind die entstehenden Protein-SDS-Komplexe umso 

stärker negativ geladen, je mehr SDS am Protein angelagert ist. Da die Anzahl der 

angelagerten SDS-Ketten hauptsächlich (wenn auch nicht ausschließlich) von der 

Proteingröße abhängt, entstehen Komplexe mit demselben Ladung-zu-Masse-Verhältnis, d.h. 

mit derselben Mobilität (in freier Lösung). Ohne Siebmedium würden die Komplexe 

tatsächlich mit derselben Geschwindigkeit im elektrischen Feld wandern. In der Siebmatrix 

hingegen wandern sie entsprechend ihrer Größe, und nicht beeinflusst durch die native 

1 

Man beachte, dass dieser Matrix eine Elektrolytlösung beigefügt ist, welche den pH-Wert vorgibt und im wesentlichen für den elektrischen 

Stromtransport verantwortlich ist. 

H 

C 

C O 

NH 

CH 2 

NH 

C O 

C 

CH 

H 2 

C 

H 2C 

H 2C 

H 

C 

H 

C 

C O 

NH 2 

H 

C 

C O 

NH 2 

C O 

NH 2 

H 2C 

H 2 

C 

H 2 

C 

CH 

H 

C 

C O 

NH 2 

H 

C 

C O 

NH 2 

C O 

NH 2 

H 2C 

H 2C 

® Martina Marchetti, TU Wien, Chemische Technologien und Analytik 

CH 

C O 

NH 

CH 2 

NH 

C O 

C 

H 2 

C CH H 2C CH 

C O 

NH 2

3 


Ladung der Proteine. Darauf beruht das Prinzip der größenspezifischen Trennung in der SDS- 

PAGE. 

‐ 

‐ ‐ ‐ 

‐ 

‐ ‐ ‐ 

‐ 

‐ 

‐ ‐ ‐ 

‐ 

‐ ‐ 

‐ ‐ ‐ 

‐ ‐ 

‐ 

‐ ‐ ‐ ‐ 

‐ 

‐ 

‐ ‐ 

‐ 

‐ ‐ 

‐ 

Abb 3: Denaturierung eines Proteins durch SDS 

Damit die Trennung nur nach dem Molekulargewicht erfolgt und nicht durch räumliche 

Strukturen des Proteins beeinflusst wird, müssen auch vorhandene Disulfidbrücken reduziert 

werden: 

HS 

Pro t e in S S P ro t e in + 2 

OH 

Mercaptoethanol 

Abb 4: Reduktion vorhandener Disulfidbrücken durch Mercaptoethanol 

Bei der diskontinuierlichen Gelelektrophorese wird in einem weitporigen Sammelgel 

zwischen Cl - Ionen hoher Mobilität und Glycin Ionen geringerer Mobilität die Probe 

aufgetragen. Im elektrischen Feld wird während der Ionenbewegung ein Probe-Ionen-Stapel 

erzeugt (Isotachophoretischer Effekt), der sich mit Erreichen der Kante des Trenngels auflöst 

und eine Zonenelektrophorese mit scharfen Probezonen anschließt. 

Abb 4: Zonenelektrophorese und Zusammenhang Wanderungsstrecke/logMW 

Experimentell wurde gefunden, dass ein weitgehend linearer Zusammenhang besteht 

zwischen dem Logarithmus der molekularen Masse (log MW) und der relativen 

Wanderungsstrecke (Rf) der Separanden 2 . Dieser Zusammenhang lässt sich als einfache 

Kalibrierfunktion nutzen. Die Ermittlung der Molekülmasse eines Proteins mittels SDS- 

PAGE erfolgt also durch Bestimmung der Wanderungsstrecke des betreffenden Proteins in 

einem Gel und dem Vergleich dieser Strecke mit den Wanderungsstrecken von 

Referenzproteinen bekannter Molekülmasse. 

2 

Der Rf-Wert ist wie in der Dünnschichtchromatographie definiert: als Wanderungsstrecke des Analyten relativ zur Wanderungsstrecke 

einer nicht-retardierten Substanz (Frontmarker-Farbstoff). 

2 

® Martina Marchetti, TU Wien, Chemische Technologien und Analytik 

‐ 

‐ 

Pro te in S H 

+ 

HO OH 

S S

3. ARBEITSANLEITUNG 

3.1 REAGENZIEN 

4 


Acrylamid-/Bisacrylamidmonomerlösung: 30%T, 2.7% C 

Trenngelpuffer: 1.5M Tris-Cl, pH 8.8 

Sammelgelpuffer: 0.5M Tris-Cl, pH 6.8 

10%-ige SDS Lösung 

TEMED (N,N,N‘,N‘-Tetramethylethylenamin) 

10%-ige Ammoniumpersulfat 

Denaturierungsmix (red. Bedingungen): 0.125M Tris-Cl, pH=6.8, 4% SDS, 20% Glycerin, 10% 2- 

Mercaptoethanol, 1% Bromphenolblau 

Elektrophoresepuffer nach Verdünnung: 0.025M Tris, 0.192M Glycin, 0.1% SDS, pH=8.3 

Färbelösung: 0.025% Coomassie Blau R-250, 40% Methanol, 7% Essigsäure 

Entfärbelösung I: 7% Essigsäure, 40% Methanol 

Entfärbelösung II: 7% Essigsäure, 5% Methanol 

3.1 GIEßEN VON ZWEI ISOKRATISCHEN GELEN IN EINER GELGIEßKAMMER 

Plastikblock 

Anpressschiene 

Abb 5: Gelgießkammer 

Gummidichtung 

Gelsandwichhalterung 

Castingbehälter 

Feststell- 

Schrauben 

1. Zerlegen Sie die Gelgießkammer (Abb. 5) und reinigen Sie diese gründlich mit 

Leitungswasser. 

Entfernen Sie dafür zunächst die schwarzen Feststellschrauben an der Seite des 

Castingbehälters und ziehen danach vorsichtig die Gelsandwichhalterungen heraus. 

ACHTUNG: 

Keine organischen Lösungsmittel, Säuren oder Basen zum Reinigen der 

Kammerteile verwenden! 


5 


2. Lockern Sie die Schrauben der Anpressschienen an der Gelsandwichhalterung und stellen 

Sie diese auf eine waagrechte, ebene Oberfläche (Fliesen). Schieben Sie die 

Anpressschienen weg vom Plastikblock. 

3. Ein Gelsandwich besteht aus einer Aluminiumoxidplatte, zwei Abstandhaltern und einer 

Glasplatte (Abb. 6). Nachdem Sie die Aluminiumplatte auf die Arbeitsoberfläche gelegt 

haben, positionieren Sie die Abstandhalter links und rechts an der Platte und passen die 

Glasplatten oben darauf an. Die lange flache Seite des T-förmigen Abstandhalters passt 

genau zwischen die Glasplatte und die Aluminiumplatte. 

Um einen geraden Abschluss an der Unterkante des Gelsandwiches zu erhalten, stellen Sie 

diesen vertikal auf die gerade Oberfläche des Arbeitsplatzes. 

Kamm 

Abstandhalter 

Abb 6: Gelsandwich mit Kamm 

Glasplatte 

Aluminiumoxidplatte 

4. Schieben Sie den Gelsandwich nun vorsichtig zwischen dem Plastikblock und der 

Anpressschiene in die aufrecht stehende Gelsandwichhalterung. Dabei soll die 

Aluminiumoxidplatte zum Plastikblock weisen und der Gelsandwich bündig mit der 

Arbeitsoberfläche abschließen. 

5. Während Sie das Gelsandwich in der Gelsandwichhalterung festhalten, ziehen Sie die 

Anpressschrauben fest. 

ACHTUNG: 

NICHT ZU FEST, DA SONST DIE GLAS-/ALUMINIUMPLATTEN BRECHEN ! 

MAXIMAL FINGERFEST ZUDREHEN ! 

6. Kontrollieren Sie Ihren Aufbau, um Undichtheiten zu vermeiden. Die Platten und die 

Abstandhalter müssen gerade abschließen. (Überprüfung durch Einfüllen von Wasser, 

Wasserspiegel darf nicht absinken) 

7. Setzen Sie nun die Gelsandwichhalterungen der Reihe nach in den Castingbehälter ein. 

Die Aluminiumplatte soll dabei hinten sein. 


6 


8. Setzen Sie die Feststellschrauben am Castingbehälter so ein, dass das kurze Ende nach 

oben weist. Zurren Sie die Gelsandwichhalterungen fest, in dem Sie die Feststellschrauben 

180° verdrehen, sodass das kurze Ende nach unten weist. 

9. Stellen Sie nun die Lösungen nach dem in Tabelle 1 aufgelisteten Pipettierschema her. 

Zuerst ist das Trenngel herzustellen. 

ACHTUNG: HANDSCHUHE TRAGEN ! ACRYLAMID IST NEUROTOXISCH! 

Schritte Trenngel Sammelgel 

1 Acrylamid-/Bisacrylamidmonomerlösung 

(30% T, 2,7% C) 1 

6,65 ml 0,67 ml 

2 Trenngelpuffer (1,5M Tris-Cl, pH=8,8) 5,00 ml - 

3 Sammelgelpuffer (0,5M Tris-Cl, pH=6,8) - 1,25 ml 

4 10% SDS (Sodiumdodecylsulfat) 0,20 ml 50 µl 

5 deionisiertes Wasser 8,05 ml 3,0 ml 

6 Lösung im Ultraschallbad 5 min entgasen 4 

7 10%ige Ammoniumpersulfat-Lösung 2 100 µl 25 µl 

8 TEMED 3 6,65 µl 2,5 µl 

Endvolumen 20 ml 5ml 

Lösung im Ultraschallbad 1 min entgasen 4 

Tab. 1: Pipettierschema für Sammelgel und Trenngel. 

1 g( 

Acrylamid + Bisacrylamid) 

g( 

Bisacrylamid) 

% T = . 100 % C = 

. 100 

100 ml 

g( 

Acrylamid + Bisacrylamid) 

2 Die Ammoniumpersulfat-Lösung dient als Radikalstarter für die radikalische Polymerisation. 

Die Lösung muss frisch hergestellt werden: Dazu werden die im Eppendorfgefäß eingewogenen 

20 mg in 200 µl Wasser gelöst. 

3 TEMED dient als Katalysator. 

4 

Die Lösungen für das Trenngel und das Sammelgel sind zu entgasen, da Sauerstoff die 

Polymerisation stört. 

10. Die nach dem Pipettierschema hergestellte Trenngellösung wird mit einer Einwegpipette 

etwa 6 cm hoch in die Sandwiches gefüllt. Die Lösung wird am besten von einem Eck des 

Gelsandwiches ausgehend eingefüllt. 

ACHTUNG: 

Keine Luftblasen einschließen! Zügig arbeiten, da die Lösung relativ rasch 

polymerisiert! 

Beide Sandwiches werden mit je 100 µl wassergesättigtem 1-Butanol überschichtet, damit 

sich kein Meniskus bildet. Die Polymerisation dauert ca. 30 Minuten. Durch leichtes 

Neigen der Gelgießkammer kann man feststellen, ob das Gel auspolymerisiert ist. Die 


7 


restliche Trenngellösung lässt man im Becherglas auspolymerisieren. 

11. Wenn das Trenngel auspolymerisiert ist, wird das Butanol durch Umdrehen der Gelgießkammer 

und Spülen mit deionisiertem Wasser entfernt. 

Danach wird das Sammelgel nach dem obigen Pipettierschema zubereitet. Die Sammelgellösung 

wird mit einer Pasteurpipette in die beiden Sandwiches pipettiert, bis diese vollständig 

gefüllt sind. Danach wird sofort ein Kamm in jedes Sandwich eingeführt, wodurch 

die Auftragetaschen im Gel geformt werden. Markieren der Eintragtaschen auf der 

Glasplatte mit einem Marker. 

12. Nach ca. 30 Minuten ist die Polymerisation des Sammelgels beendet. Durch vorsichtiges 

Herausziehen des Kammes lässt sich feststellen, ob das Gel auspolymerisiert ist. Nun 

kann die Anpressschiene gelöst werden und die Sandwiches (bestehend aus einer 

Aluminiumplatte, einem Gel und einer Glasplatte, nicht zerlegen) werden aus dem 

Gelgießstand entfernt. Die übrigen Teile der Gelgießkammer werden mit Wasser 

gereinigt. 

ACHTUNG: Keine organischen Lösungsmittel, Säuren oder Basen zum Reinigen der 

Kammerteile verwenden! 

3.2 PROBENVORBEREITUNG 

Herstellen des Proteinmix: 

In einem frisches Eppendorfgefäß werden je 10 µL der ausgegebenen Einzelstandards 

(c = 1 mg/ml) gemischt. 

Denaturierung der Proben: 

In Mikroeppendorfgefäßen werden jeweils 10 µl der Proben (7 Proben: Standardproteine, 

Proteinmix, zu identifizierende Probe) mit 10 µl Denaturierungsmix gemischt und 5 Minuten 

am kochenden Wasserbad erhitzt. 

Nach dem Abkühlen werden die Proben mit der Tischzentrifuge abzentrifugiert. 

3.3 VORBEREITUNG DER ELEKTROPHORESE 

1. Die Sandwiches sind an der Elektrophoreseeinheit mit je 1 Klammer so anzubringen, dass 

die Glasplatten nach vorne weisen. 

2. Nun werden die Kühlschläuche angeschlossen und der Wasserhahn aufgedreht. 

3. Der 10-fach konzentrierte Elektrophoresepuffer wird mit destilliertem Wasser verdünnt 

(1 Teil + 9 Teile) und gut durchmischt. 

4. Die unteren Pufferkammern werden mit Elektrophoresepuffer so hoch gefüllt, dass die 

Sandwiches ca. 1 cm eintauchen. Die Kämme werden entfernt und soviel Laufpuffer in 

die oberen Pufferkammern (hinter den Sandwiches) gegossen, dass auch die 

Auftragetaschen gefüllt sind. 


8 


5. Jeweils 4-6 µL der denaturierten Standardproteine, des Standardproteinmixes bzw. der 

Probe werden vorsichtig in die Auftragetaschen eingebracht (siehe Abb. 7). 

Standardprotein-Mix 

Abb. 7: Mögliches Auftrageschema für Standardproteine und Probe. 

6. Der Deckel wird nun auf die Elektrophoreseeinheit aufgesetzt (er muss einrasten) und die 

Kabel werden an das Netzgerät angeschlossen (ACHTUNG: Farben beachten!). 

3.4 ELEKTROPHORESE 

Probe 

Enolase 

Myoglobin 

BSA 

1. Den Netzstrom des Power Supply an der Rückseite des Gerätes aufdrehen. Das Programm 

geht in den End-Modus. 

2. Um die Spannungswerte und Stromwerte einzugeben drücken Sie die SET/ENTER Taste 

am Gerät, um in den Programm-Modus zu gelangen. Das Spannungssymbol V leuchtet 

auf und der Wert für die Spannung blinkt. Durch drücken der Taste ↓/↑ stellen Sie die 

gewünschten Spannungen von 220 V ein. SET/ENTER drücken, um die Wahl zu 

bestätigen. Wenn der Spannungswert vom Anfang in Ordnung ist, einfach SET/ENTER 

drücken, um die Wahl zu bestätigen. 

3. Auf der Anzeige blinkt nun der zuletzt programmierte Stromwert. Durch drücken der 

Taste ↓/↑ stellen Sie den gewünschten Stromwert von 50 mA ein. SET/ENTER drücken, 

um die Wahl zu bestätigen. Wenn der Stromwert vom Anfang in Ordnung ist, einfach 

SET/ENTER drücken, um die Wahl zu bestätigen. 

4. Nun blinkt der Wert für die Zeit. Da Sie selbst entschieden werden wann das Gel fertig 

gelaufen ist, sollte dieser Wert auf jeden Fall größer als 20 Stunden gewählt werden. 

Durch drücken der Taste ↓/↑ stellen Sie den gewünschten Wert von 20 Stunden ein. 

SET/ENTER drücken, um die Wahl zu bestätigen. Wenn die Zeitangabe vom Anfang in 

Ordnung ist, einfach SET/ENTER drücken, um die Wahl zu bestätigen. 

5. Nach dem Programmieren drücken Sie RUN und starten die Elektrophorese. VIEW 

drücken um die aktuellen Spannungen, Stromwerte und die abgelaufene Zeit anzuzeigen. 

Notieren Sie Strom-Spannungswerte in regelmäßigen Abständen. 

Probe 

Conalbumin 

Carbonic Anhydrase 

Probe 

Standardprotein-Mix 


9 


6. Bevor der Frontmarker das Niveau des Puffers in der unteren Pufferkammer erreicht, wird 

der Lauf durch drücken der STOP Taste beendet. Der Lauf kann 30 min – 60 min dauern. 

Durch drücken der VIEW Taste werden die Endparameter angezeigt. Die Kabel werden 

abgesteckt, die Wasserkühlung abgedreht und der Deckel geöffnet. 

7. Nach Entfernen der Klammern werden die Sandwiches aus der Elektrophoresekammer 

herausgenommen und mit Wasser abgespült und die Glasplatten vorsichtig mit einem 

Messer oder einer Rasierklinge von den Gelen abgehoben. Die Sammelgele werden 

abgetrennt und verworfen. Zur Markierung der beiden Trenngele wird vom ersten Gel ein 

kleines Stück des oberen rechten Ecks und vom zweiten Gel das untere rechte Eck 

abgeschnitten. 

3.5 FÄRBUNG UND DETEKTION 

ACHTUNG: Färbe- und Entfärbelösung sparsam verwenden! Es genügt, wenn die Gele 

gerade mit Lösung bedeckt sind! 

1. Die beiden Trenngele werden in ein mit Färbelösung gefülltes Plastikgefäß transferiert. 

(ACHTUNG: Die Gele nur mit nassen Handschuhen angreifen, da sie sonst leicht 

zerreißen!) 

2. Die Färbung dauert etwa 30 min und die Plastikschale sollte manchmal leicht geschwenkt 

werden. 

3. Nach Abspülen mit Wasser werden die Gele im Entfärbebad I für 30min. Danach werden 

die Gele über Nacht im Entfärbebad II. Die Gele werden am nächsten Morgen eingescannt 

und per Email verschickt. 

3.6 AUSWERTUNG 

1. Bestimmung der Rf-Werte der einzelnen Proteine durch Ausmessen deren 

Wanderungsweiten im Trenngel relativ zu der des zugefügten Frontmarkers. 

2. Erstellung der Kalibrationskurve log MW gegen Rf-Wert. 

3. Ermittlung des Molekulargewichts des Probeproteins aus seinem Rf-Wert mit Hilfe der 

Kalibrierfunktion. 

Für die Erstellung der Kalibrierfunktion werden folgende Proteine verwendet: 

Standardprotein MW in kDa 

Conalbumin 78 

Rinderserumalbumin (BSA) 66 

Enolase 44 

Carbonic Anhydrase 23,3 

Myoglobin 16,9 


4. PROTOKOLLIERUNG 

(i) Aufgabenstellung 

10 


(ii) Elektrophoreseparameter u.a. : 

Gelkonzentration, Geldicke, Trenngelhöhe, Dauer der Separation, 

Strom/Spannungskurve, Standardproteine und deren Konzentrationen, absolute 

Proteinmenge am Gel, Detektion 

(iii) Kalibrierfunktion (log MW gegen Rf) 

(iv) MW des Probeproteins 

(v) Diskussion des Ergebnisse (nicht nur das MW ist ein Ergebnis!) und der analytischen 

Methode (Vorteile, Nachteile, Alternativen) 

5. REFERENZEN 

R. Westermeier, “Electrophoresis in Practice”, 3 rd Edition, Wiley-VCH 


1. Geräte 

11 

PLATZINVENTAR 

1 Netzgerät EPS 301 

1 Hoefer SE 250 Elektrophorese-Apparatur inkl. 2 Wasserschläuche 

1 Hoefer Mighty Small SE 245 Dual Gel Caster 

1 Ultraschallbad 

1 Heizplatte 

1 Tischzentrifuge 

2. Zubehör 

2 Aluminiumoxidplatten 

4 Abstandhalter 

2 Glasplatten 

4 Klammern 

2 Kämme 


Eppendorf Research Pipetten inkl. Spitzen: 

0.5 – 10 µL, 2 – 20µL, 100 – 1000µL, 500 – 5000 µL 

weiße, gelbe, blaue Spitzen, große weiße Spitzen in entsprechendem Steckbehältnis 

Eppendorfgefäße (1mL) 

Pasteurplastpipetten 

1 Glasstab 

1 Porzellanschale 

1 Plastikschale 

Bechergläser (3x 150 mL, 2x 500 mL, 1x 250 mL, 1x 100 mL, 1x 600 mL, 1x 800 mL) 

Messzylinder (1x 250 mL, 1x 100 mL) 

Plastikfolie (2 offene Seiten) zum Fotokopieren der Gele 

Gummihandschuhe (S, M, L) 

Wasserfester Marker (rot/schwarz)

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